Применение метода ПЦР в реальном времени для видовой идентификации G. vaginalis, A. vaginae и лактобактерий у женщин

Введение

Бактериальный вагиноз (БВ) является наиболее распространенным акушерско-гинекологическим заболеванием у женщин репродуктивного возраста и основной причиной различных инфекционно-воспалительных осложнений в акушерской и гинекологической практике [1]. БВ характеризуется резким нарушением микрофлоры влагалища, вызванного замещением доминирующей лактобациллярной флоры ассоциацией анаэробных и факультативно-анаэробных микроорганизмов [2], и в некоторых случаях сопровождается признаками воспаления. Частота встречаемости нарушения микрофлоры влагалища среди женщин, обратившихся в женскую консультацию, составляет 55,8%, вагиноз наблюдается у 19–25% беременных. Среди пациенток с заболеваниями шейки матки изменение видового состава влагалищной микрофлоры диагностируется в 56% случаев, а при воспалительных заболеваниях органов малого таза – в 46% [3].

Ранее было продемонстрировано, что БВ или ассоциированные с ним бактерии могут быть связаны с хориоамнионитом, фуниситом, неонатальным сепсисом и преждевременными родами [4–6], воспалением тазовых органов [7–8], цервицитом [9] и повышенной восприимчивостью к инфицированию такими патогенами, как Neisseria gonorrhoeae, Chlamydia trachomatis, Trichomonas vaginalis, HSV-2 и ВИЧ [10–13]. В 25–50% случаев БВ протекает бессимптомно [14].

Бактериальный вагиноз представляет собой изменения не только в качественном, но и в количественном соотношении вагинальной микрофлоры. Определение ключевых патогенных видов микроорганизмов и штаммов, участвующих в формировании БВ, все еще продолжается [15–17]. Наиболее изученный анаэроб влагалища – Gardnerella vaginalis – обнаруживается в вагинальных образцах почти всех женщин с БВ [18–20]. Происходит увеличение титра грамотрицательных анаэробных бактерий Mobiluncus spp., Bacteroides spp., Fusobacterium spp., Peptostreptococcus spp., а также Mycoplasma hominis и Ureaplasma urealyticum, появляются грибы рода Candida в невысоком титре. Анаэробный дисбаланс усугубляют Atopobium vaginae и Leptotrichia spp., с которыми ассоциируют наиболее тяжелые, рецидивирующие формы бактериального вагиноза. В состав патологического влагалищного биотопа входят и факультативно-анаэробные представители кишечной группы (Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Enterococcus faecalis, Enterococcus faecium, Staphylococcus spp., Streptococcus spp. и другие), а также атипичные кокковые формы лактобацилл [2].

Диагностику БВ можно разделить на клиническую и лабораторную. К клиническим методам диагностики относят экспресс-тесты FemExam (исследование на триметалин измерение рН), перчатки для самостоятельного измерения рН, «электронный нос» (исследование на триметамин), BVBlue (измерение пролинаминопептидазной активности). Широкого применения на практике экспресс-тесты не имеют из-за недостаточно высокой чувствительности и/или специфичности [21]. К лабораторной диагностике относится микроскопическое исследование окрашенных по Граму препаратов, метод Нуджента, метод АйсонХей. «Золотым стандартом» диагностики БВ является метод Амселя [22], однако данный метод практически не используется в Российской Федерации или используется в сокращенном виде из-за отсутствия возможности для микроскопического исследования нативного препарата у большинства врачей. Также недостатком данного метода является его субъективность. Культуральное исследование не рекомендуется для диагностики БВ в связи с тем, что спектр микроорганизмов, ассоциированных с БВ, насчитывает несколько сот филотипов, большинство из которых не культивируются на питательных средах [23].

При исследовании таксон-специфических ПЦР-анализов для диагностики БВ было показано, что некоторые виды бактерий могут быть использованы в качестве предикторов БВ [19, 24–27]. Различные ассоциированные с БВ бактерии имеют различную прогностическую значимость для диагностики БВ, и совместное обнаружение некоторых видов может увеличить ее. Улучшение диагностической точности также может быть достигнуто с помощью применения количественной ПЦР «в реальном времени» путем введения и оптимизации количественных порогов бактерий [28], связанных с БВ, поскольку при развитии БВ происходит изменение соотношения отдельных групп микроорганизмов без изменения общей концентрации бактерий в образцах. Было показано, что обнаружение методом ПЦР «в реальном времени» ДНК G. vaginalis и A. vaginae в высоком титре (>108 копий/мл) имеет высокую прогностическую ценность в постановке диагноза [29]. Использование количественных критериев помогает выявлению промежуточных состояний микрофлоры, дисбиоза, и оценки степени его выраженности, что позволяет определять ранние стадии развития заболевания [30].

В данной работе основной задачей являлось определение аналитических характеристик нового диагностического набора «АмплиПрайм® BV» и сравнение с зарегистрированным набором «АмплиПрайм® Флороценоз-Бактериальный вагиноз».

Материалы и методы

Клинические образцы. В качестве биологического материала для анализа использовали мазки слизистой оболочки влагалища. Было проанализировано 436 проб вагинальных смывов, полученных от женщин репродуктивного возраста с подозрением на наличие бактериального вагиноза. Для проведения клинических испытаний был использован клинический материал, полученный от пациентов ООО «Геномед» после проведения значимых исследований. Информированное согласие пациентов на проведение клинических испытаний не требовалось ввиду особенностей получения клинического материала.

Выделение ДНК. Материалом для проведения ПЦР служили пробы ДНК, экстрагированные из исследуемого материала с помощью наборов реагентов «АмплиПрайм® МагноПрайм-ФАСТ».

Проведение ПЦР. Наборы реагентов «АмплиПрайм® BV» и «АмплиПрайм® Флороценоз-Бактериальный вагиноз» (РУ РЗН 2016/3619 от 29.01.2016) предназначены для количественного определения ДНК G. vaginalis, A. vaginae, Lactobacillus spp. и общего количества бактерий (Bacteria) методом ПЦР с гибридизационно-флуоресцентной детекцией продуктов амплификации в режиме «реального времени» (рисунок). Реакцию ПЦР проводили согласно инструкции производителя. Реакция амплификации проводилась на приборах RotorGene и BioRad™CFX96 (США). Использовалась следующая программа амплификации: 95° – 15 мин, затем 45 циклов: (95° – 10 с, 60° – 20 с).

Аналитическая специфичность. Аналитическая специфичность набора оценивалась тестированием ДНК следующих микроорганизмов: Candida albicans, C. glabrata, C. krusei, C. parapsilosis, C. tropicalis, Chlamydia trachomatis, Enterococcus faecium, Mycoplasma genitalium, M. hominis, Neisseria flava, N. gonorrhoeae, N. mucosa, N. sicca, N. subflava, Staphylococcus aureus, Streptococcus agalactiae, S. pyogenes, Toxoplasma gondii, Treponema pallidum, Trichomonas vaginalis, Ureaplasma urealyticum, U. parvum, HSV 1 и 2 типа, CMV, HPV16 типа, а также геномной ДНК человека. ДНК микроорганизмов в концентрации не менее 1х106 ГЭ/мл и геномную ДНК человека в концентрации 1 мкг/мл вносили в образцы биологического материала, не содержащие определяемые с помощью набора микроорганизмы.

Диагностическая специфичность. Для подтверждения диагностической специфичности набора реагентов использовали биоматериал, заведомо не содержащий определяемые возбудители. Нижнюю границу интервала, в котором находится «истинное» значение диагностической специфичности с доверительной вероятностью С=95% определяли по формуле:

(1-C/100)1/n х100%,

где: n – общее число исследуемых проб с истинно отрицательными результатами анализа, подтвержденными с помощью набора сравнения.

Диагностическая чувствительность. Для подтверждения диагностической чувствительности набора реагентов при определении ДНК отдельных микроорганизмов использовался клинический материал, содержащий от одного до трех определяемых микроорганизмов (G. vaginalis, A. vaginae, Lactobacillus spp.) в разных вариантах сочетания. Для подтверждения диагностической чувствительности набора реагентов при определении соотношения концентраций ДНК микроорганизмов использовался клинический материал от пациентов с клиническими проявлениями бактериального вагиноза.

Нижнюю границу интервала, в котором находится «истинное» значение диагностической чувствительности с доверительной вероятностью С=95% определяли по формуле:

(1-C/100)1/n х100%,

где: n – общее число исследуемых проб с истинно положительными результатами анализа, подтвержденными с помощью набора сравнения.

Воспроизводимость результатов (СV, %). Воспроизводимость результатов оценивалась при исследовании трех положительных образцов случайной выборки из исследованных образцов в десяти повторах. Расчет коэффициента вариации (CV, %) в условиях воспроизводимости проводили по формуле:

CV = SD(lg) / lgср х 100%,

где: SD(lg) – среднее стандартное отклонение логарифмов концентрации, полученных в условиях воспроизводимости, lgср – среднее значение логарифмов концентрации, полученных в условиях воспроизводимости.

Воспроизводимость и повторяемость измерения. Воспроизводимость и повторяемость измерений оценивали путем тестирования модельных образцов биологического материала, содержащих ДНК выявляемых микроорганизмов в трех диапазонах концентраций (5х103 –1х104 ; 5х104 –1х105 ; 5х105 –1х106 ). Модельные образцы были приготовлены разведением образцов, содержащих ДНК выявляемых микроорганизмов, в биологическом материале, не содержащем ДНК указанных микроорганизмов и каких-либо других возбудителей ИППП. Каждый образец проходил все этапы исследования (экстракцию ДНК, амплификацию ДНК и детекцию результатов).

Для оценки повторяемости проводилось тестирование каждого разведения в 40 повторах, для оценки воспроизводимости – в 80 повторах. Правильность измерения с помощью набора «АмплиПрайм® ВV» была определена путем тестирования образцов в 104 повторах.

Статистическая обработка результатов. Обработка результатов проводилась с использованием стандартного пакета программ Microsoft Excel.

Результаты

В исследование было включено 436 женщин в возрасте от 16 до 43 лет (средний возраст – 29,2 года). Образцы биоматериала от всех женщин были протестированы с помощью наборов «АмплиПрайм® ВV» и «АмплиПрайм® Флороценоз-Бактериальный вагиноз»

Аналитическая специфичность и аналитическая чувствительность. Аналитическая специфичность набора оценивалась тестированием ДНК бактерий, грибов и вирусов, а также геномной ДНК человека. Набор реагентов обнаруживает фрагменты ДНК G. vaginalis, A. vaginae, Lactobacillus spp. и фрагмент ДНК, общий для Bacteria. При тестировании образцов ДНК вышеперечисленных микроорганизмов и геномной ДНК человека, а также ДНК выявляемых микроорганизмов в концентрациях не менее 1х107 ГЭ/мл с использованием набора перекрестных реакций выявлено не было.

Значение аналитической чувствительности набора для всех трех групп определяемых микроорганизмов составило 1х103 ГЭ/мл. С использованием пробит-анализа был установлен предел обнаружения набора (с 95% доверительной вероятностью): 7,20х102–1,48х103 ГЭ/мл – для G. vaginalis; 6,70х102–1,50х103 ГЭ/мл – для A. vaginae и 7,10х102–1,46х103 ГЭ/мл – для Lactobacillus spp.

Диагностическая специфичность и диагностическая чувствительность. При сравнении набора «АмплиПрайм® ВV» с набором сравнения не было обнаружено ложно-положительных и ложноотрицательных результатов. На основе анализа образцов был определены значения диагностической специфичности и диагностической чувствительности набора «АмплиПрайм® ВV» (с доверительной вероятностью 95 %). Диагностическая специфичность набора составила 98,2–100% для G. vaginalis (275 истинно положительных и 161 истинно отрицательных образцов), 98,9–100% для A. vaginae (172 истинно положительных и 264 истинно отрицательных образцов). Для Lactobacillus spp. диагностическая специфичность не может быть рассчитана, поскольку данный микроорганизм является частью нормальной микрофлоры женского урогенитального тракта и присутствовал во всех 436 истинно положительных образцах отделяемого слизистой оболочки влагалища. Для соотношения концентраций микроорганизмов рассчитанная диагностическая специфичность набора составила: 99,1–100% – для заключения «БВ не установлен» (348 образцов), 91,8–100% – для заключения «Дисбиоз неуточнённой этиологии» (35 образцов) и 90,2–100% для заключения «Промежуточное состояние микрофлоры» (29 образцов). Рассчитанные значения диагностической чувствительности набора (с доверительной вероятностью 95%) составили: 98,9–100% – для G. vaginalis, 98,3–100% – для A. vaginae, и 99,3–100% – для Lactobacillus spp. Диагностическая чувствительность набора для расчета соотношения концентраций микроорганизмов, соответствующих заключению «БВ установлен», составила 88,3–100% (24 образца).

Воспроизводимость и повторяемость измерения. Определенные значения коэффициента вариации составили 2,6–5,0% при определении воспроизводимости, и 2,3–4,1% при определении повторяемости измерений. Систематическая погрешность (B) равнялась 3,9% – для G. vaginalis; 3,31% – для A. vaginae; 3,70% – для Lactobacillus spp. Коэффициент вариации (CV, %) в условиях воспроизводимости укладывается в диапазон от 1,51% до 3,16%.

Заключение

Полученные данные сопоставимы с результатами испытания набора сравнения «АмплиПрайм® Флороценоз–Бактериальный вагиноз» и подтверждают эквивалентность медицинского изделия «АмплиПрайм® BV» зарегистрированному аналогу (таблица).

Результаты исследований, представленные в статье, получены при финансовой поддержке Минобрнауки России по договору №03.G25.31.0226 от 03.03.2017 г.

Литература

1. Morris M., Nicoll A., Simms I., Wilson J., Catchpole M. (2001) Bacterial vaginosis: a public health review. BJOG. 108 (5): 439–450 https://doi.org/10.1111/j.1471-0528.2001.00124.x PMID: 11368127.
2. Мальцева Л.И., Что нужно знать о бактериальном вагинозе. Практическая медицина. – 2009. – №2 (34). – С. 60–62 УДК 618.15-002 eLIBRARY ID: 17772311 / Maltzeva L.I. Chto nuzhno znat o bakterialnom vaginose. – Prakticheskaya medicina. 2009; 2 (34): 60–62 [in Russian]
3. Решетникова Н.С., Плеханов А.Н., Современное представление о бактериальном вагинозе. Вестник Бурятского государственного университета. – 2014. – №12. – С. 75–78. eLIBRARY ID: 22532191 / Reshetnikova N.S., Plekhanov A.N. Sovremennoe predstavlenie o bakterialnom vaginose, Vestnik Buryatskogo gosudarstvennogo universiteta. 2014; 12: 75–78 [in Russian]
4. Donders G.G.G., Van Calsteren K., Bellen G., Reybrouck R., Van den Bosch T., Riphagen I., Van Lierde S. Predictive value for preterm birth of abnormal vaginal flora, bacterial vaginosis and aerobic vaginitis during the first trimester of pregnancy. BJOG. 2009; 116 (10): 1315–1324 DOI: ORG/10.1111/J.1471-0528.2009.02237.X PMID:19538417
5. Donders G.G.G., Vereecken A., Van Bulck B., Cornelis A., Dekeersmaeker A., Klerckx P., Londers L., Caudron J. The ecology of the vaginal flora at first prenatal visit is associated with preterm delivery and low birth weight. Open Inf Dis J. 2008; 2: 45–51 DOI: 10.2174/1874279300802010045
6. Donati L., Di Vico A., Nucci M., Quagliozzi L., Spagnuolo T., Labianca A., Bracaglia M., Ianniello F., Caruso A., Paradisi G. Vaginal microbial flora and outcome of pregnancy. Arch Gynecol Obstet. 2010; 281 (4): 589–600. DOI: 10.1007/s00404-009-1318-3 PMID: 19967381.
7. Sweet R.L. Role of bacterial vaginosis in pelvic inflammatory disease. Clin Infect Dis. 1995; 20: S271–S275. Doi: Org/10.1093/Clinids/20.Supplement_2.S271 PMID:7548573
8. Haggerty C. L., Hillier S. L., Bass D. C., Ness R. B. Bacterial vaginosis and anaerobic bacteria are associated with endometritis. Clin Infect Dis. 2004; 39(7): 990–995 DOI: 10.1086/423963 PMID: 15472851
9. Schwebke J.R., Weiss H.L. Interrelationships of bacterial vaginosis and cervical inflammation. Sex Transm Dis. 2002; 29 (1): 59–64 PMID: 11773880.
10. Wiesenfeld H.C., Hillier S.L., Krohn M.A., Landers D.V., Sweet R.L. Bacterial vaginosis is a strong predictor of Neisseria gonorrhoeae and Chlamydia trachomatis infection. Clin Infect Dis. 2003; 36 (5): 663–668 DOI:10.1086/367658 PMID: 12594649.
11. Allsworth J.E., Peipert J.F. Severity of bacterial vaginosis and the risk of sexually transmitted infection. Am J Obstet Gynecol. 2011; 205 (2): 113.e1–113.e6. DOI: 10.1016/j.ajog.2011.02.060, PMID: 21514555.
12. Cherpes T.L., Meyn L.A., Krohn M.A., Lurie J.G., Hillier S.L. Association between acquisition of herpes simplex virus type 2 in women and bacterial vaginosis. Clin Infect Dis. 2003; 37: 319–325 DOI: 10.1086/375819 PMID: 12884154
13. Myer L., Kuhn L., Stein Z.A., Wright T.C.Jr., Denny L. Intravaginal practices, bacterial vaginosis, and women’s susceptibility to HIV infection: epidemiological evidence and biological mechanisms. Lancet Infect. Dis. 2005; 5(12): 786–794. DOI: 10.1016/S1473- 3099(05)70298-X PMID:16310150.
14. Koumans E. H., Sternberg M., Bruce C., McQuillan G., Kendrick J., Sutton M., Markowitz L.E. The prevalence of bacterial vaginosis in the United States, 2001-2004; associations with symptoms, sexual behaviors, and reproductive health. Sex Transm Dis 2007; 34 (11): 864–869. DOI: 10.1097/OLQ.0b013e318074e565 PMID: 17621244.
15. Schwebke J.R., Muzny C.A., Josey W.E. Role of Gardnerella vaginalis in the pathogenesis of bacterial vaginosis: a conceptual model. J Infect Dis. 2014; 210 (3): 338–343. DOI: 10.1093/infdis/jiu089 PMID: 24511102.
16. Srinivasan S., Munch M.M., Sizova M.V., Fiedler T.L., Kohler C.M., Hoffman N.G., Liu C., Agnew K.J., Mazzazzo J.M., Epstein S.S., Fredricks D.N. More easily cultivated than identified: classical isolation with molecular identification of vaginal bacteria. J Infect Dis. 2016; 214 (Suppl S1): S21–28. DOI: 10.1093/infdis/jiw192 PMID: 27449870.
17. Patterson J.L., Stull-Lane A., Girerd P.H., Jefferson K.K. Analysis of adherence, biofilm formation and cytotoxicity suggests a greater virulence potential of Gardnerella vaginalis relative to other bacterial vaginosis-associated anaerobes. Microbiology. 2010; 156 (2): 392–399. DOI: 10.1099/mic.0.034280-0 PMID: 19910411.
18. Srinivasan S., Hoffman N.G., Morgan M.T., Matsen F.A., Fiedler T.L., Hall R.W., Ross F.J., McCoy C.O., Bumgarner R., Marrazzo J.M., Fredricks D.N. Bacterial communities in women with bacterial vaginosis: high resolution phylogenetic analyses reveal relationships of microbiota to clinical criteria. PLoS One. 2012; 7(6): e37818. DOI: 10.1371/journal.pone.0037818 PMID: 22719852.
19. Fredricks D.N., Fiedler T.L., Thomas K., Oakley B.B., Marrazzo J.M. Targeted PCR for detection of vaginal bacteria associated with bacterial vaginosis. J Clin Microbiol. 2007; 45 (10): 3270–3276. DOI: 10.1128/JCM.01272-07 PMID: 17687006.
20. Zozaya-Hinchliffe M., Lillis R., Martin D.H., Ferris M.J. Quantitative PCR assessments of bacterial species in women with and without Zozaya-Hinchliffe M., Lillis R., Martin D.H., Ferris M.J. Quantitative PCR assessments of bacterial species in women with and without.
21. Савичева А.М., Шипицына Е.В. Бактериальный вагиноз и беременность (обзор литературы). Гинекология. – 2012. – Т. 14. – №3. – С. 38-43. eLIBRARY ID: 17964415 / Savicheva A. M., Shipitsina E. V. Bakterialnii vaginos I beremennost (obzor literatuti). Ginekologiya. 2012; 14 (3): 38–43. [in Russian].
22. Amsel R., Totten P.A., Spiegel C.A., Chen K.C., Eschenbach D., Holmes K.K. Nonspecific vaginitis. Diagnostic criteria and microbial and epidemiologic associations. Am J Med. 1983; 74 (1): 14–22. DOI: 10.1016/0002-9343(83)91112-9 PMID: 6600371.
23. Апресян С.В., Аракелян В.Ф., Абашидзе А.А., Роль бактериального вагиноза в структуре преждевременных родов. Акушерство, гинекология и репродукция. – 2013. – Т. 7. – №1. – С. 6–7. eLIBRARY ID: 20983931 / Apresyan S.V., Arakelyan V.F., Abashidze A.A. Rol bakterialnogo vaginosa v structure prezhdevremennih rodov. Akusherstvo, ginekologiya i reproduktsiya. 2013; 7 (1): 6–7. [in Russian].
24. Fredricks D.N., Fiedler T.L., Marrazzo J.M. Molecular identification of bacteria associated with bacterial vaginosis. N Engl J Med. 2005; 353 (18): 1899–1911. DOI: 10.1056/NEJMoa043802 PMID: 16267321.
25. Obata-Yasuoka M., Ba-Thein W., Hamada H., Hayashi H. A multiplex polymerase chain reaction-based diagnostic method for bacterial vaginosis. Obstet Gynecol. 2002; 100 (4): 759–764. PMID: 12383546.
26. Zariffard M.R., Saifuddin M., Sha B.E., Spear G.T. Detection of bacterial vaginosis-related organisms by real-time PCR for Lactobacilli, Gardnerella vaginalis and Mycoplasma hominis. FEMS Immunol Med Microbiol. 2002; 34 (4): 277–281. DOI: 10.1111/j.1574- 695X.2002.tb00634.x PMID: 12443827.
27. Cartwright C.P., Lembke B.D., Ramachandran K., Body B.A., Nye M.B., Rivers C.A., Schwebke J.R. Development and validation of a semiquantitative, multitarget, PCR assay for the diagnosis of bacterial vaginosis. J Clin Microbiol. 2012; 50 (7): 2321–2329. DOI: 10.1128/JCM.00506-12 PMID: 22535982.
28. Rumyantseva T., Shipitsyna E., Guschin A., Unemo M. Evaluation and subsequent optimizations of the quantitative AmpliSens Florocenosis/Bacterial vaginosis-FRT multiplex real-time PCR assay for diagnosis of bacterial vaginosis. APMIS. 2016; 124 (12): 1099–1108. DOI: 10.1111/apm.12608 PMID: 27714844.
29. Menard J.P., Fenollar F., Henry M., Bretelle F., Raoult D. Molecular quantification of Gardnerella vaginalis and Atopobium vaginae loads to predict bacterial vaginosis. Clin Infect Dis. 2008; 47 (1): 33–43. DOI:10.1086/588661 PMID: 18513147.
30. Bradshaw C.S., Tabrizi S.N., Fairley C.K., Morton A.N., Rudland E., Garland S.M. The association of Atopobium vaginae and Gardnerella vaginalis with bacterial vaginosis and recurrence after oral metronidazole therapy. J Infect Dis. 2006; 194 (6): 828–836. DOI:10.1086/506621 PMID: 16941351.